ВПЛИВ НІТРОПРУСИДУ НАТРІЮ НА АКТИВНІСТЬ АНТИОКСИДАНТИХ ТА ГЛЮТАТІОН-ЗВ’ЯЗАНИХ ФЕРМЕНТІВ У ЛИСТКАХ ПРОРОСТКІВ КУКУРУДЗИ
Анотація
Нітропрусид натрію використаний як донор оксиду азоту (•NO) для дослідження впливу •NO на активність антиоксидантних ферментів у листках проростків кукурудзи. Насіння кукурудзи (Zea mays L.) гібриду Харківський 195 МВ було використано для експериментів. Листки (1 г) десятиденних проростків кукурудзи зрізали та переносили у круглодонні колби, які містили різні концентрації (0,1, 0,5 та 1,0 мМ) нітропрусиду натрію (НПН) у дистильованій воді. Листки інкубувались протягом 24 год при постійному перемішуванні 150 об/хв та цілодобовим освітленням флуоресцентними лампами (18 Вт) при інтенсивності освітлення 15 мкмоль фотонів м-2 с-1. Фериціанід калію (ФЦК) використовувався як додатковий контроль, оскільки він має хімічну структуру подібну до нітропрусиду натрію, однак не виділяє оксиду азоту. Було показано, що обробка НПН не впливала на активність каталази, проте обробка ФЦК підвищувала її активність на 38-49%. Активність аскорбатпероксидази була вищою на 44-60% в листках, оброблених трьома концентраціями ФЦК, в той час як лише 0,1 та 0,5 мМ НПН підвищувала її активність на ~60%. Активність гваяколпероксидази була значно знижена на 71-80% та 45-69% в листках, інкубованих з обома речовинами, ФЦК та НПН, відповідно. Всі використані концентрації фериціаніду калію не впливали на активність глютатіон-S-трансферази, в той час як обробка 0,5 та 1,0 мМ нітропрусиду натрію підвищувала активність даного ферменту на 18 та 28% відповідно. Експозиція проростків до 0,1 та 1,0 мМ ФЦК підвищувала активність глютатіонредуктази на 16 та 39%, однак обробка 0,5 мМ ФЦК не призводила до її змін. В той же час, всі концентрації нітропрусиду натрію підвищували її активність на 40-60%. Підвищення ферментативної активності могло бути викликане слабким нітрозитивним/оксидативним стресом, спричиненим донором •NO, або частково іонами заліза і/або ціаніду, які вивільняються в процесі розкладу нітропрусиду натрію.
Ключові слова: Zea mays, антиоксидантні ферменти, оксид азоту.
Посилання
Ali M.B., Hahn E.J., Paek K.Y. Effect of temperature on oxidative stress defense systems, lipid peroxidation and lipoxygenase activity in Phalaenopsis. Plant Physiol. Biochem. 2005; 43: 213–223.
Arasimowicz-Jelonek M., Floryszak-Wieczorek J., Kosmala A. Are nitric oxide donors a valuable tool to study the functional role of nitric oxide in plant metabolism. Plant Biology. 2011; 13(5): 747–756.
Beligni M., Fath A., Bethke P.C., Lamattina L., Jones R. Nitric oxide acts as an antioxidant and delays programmed cell death in barley aleuron cells. Plant Physiol. 2002; 129: 1642–1650.
Bethke P.C., Libourel I.G., Reinöhl V., Jones R.L. Sodium nitroprusside, cyanide, nitrite, and nitrate break Arabidopsis seed dormancy in a nitric oxide-dependent manner. Planta. 2006; 223: 805–812.
Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of protein-dye binding. Anal. Biochem. 1976; 72: 248–254.
Chen G.X., Asada K. Ascorbate peroxidase in tea leaves: occurrence of two isozymes and the differences in their enzymatic and molecular properties. Plant Cell Physiol. 1989; 30: 987–998.
Delledonne M., Xia Y., Dixon R.A., Lamb C. Nitric oxide functions as a signal in plant disease resistance. Nature. 1998; 394: 585–588.
Durner J., Wendehenne D., Klessig D.F. Defense gene induction in tobacco by nitric oxide, cyclic GMP, and cyclic ADP-ribose. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998; 95: 10328–10333.
Ederli L., Reale L., Madeo L., Ferranti F., Gehring C., Fornaciari M., Romano B., Pasqualini S. NO Release by nitric oxide donors in vitro and in planta. Plant Physiol. Biochem. 2009; 47: 42–48.
Ferrer M.A., Barcelo A.R. Differential effects of nitric oxide on peroxidase and H2O2 production by the xylem of Zinnia elegans. Plant Cell Environ. 1999; 22: 891–897.
Floryszak-Wieczorek J., Milczarek G., Arasimowicz M., Ciszewski A. Do nitric oxide donors mimic endogenous NO-related response in plants. Planta. 2006; 224: 1363–1372.
Ghamsari L., Keyhani E., Golkhoo S., Kinetics properties of guaiacol peroxidase activity in Crocus sativus L. corn during rooting. Iran. Biomed. 2007; J.11: 137–146.
Gill S.S., Tuteja N. Reactive oxygen species and antioxidant machinery in abiotic stress tolerance in crop plants. Plant Physiol. Biochem. 2010; 48: 909–930.
Hoagland D.R, Arnon D.I. The water-culture method for growing plants without soil. California Agricultural Experimental Station Circular. Berkeley: CA University California; 1950.
Lushchak V.I. Glutathione homeostasis and functions: potential targets for medical interventions. J. Amino Acids. 2012; 2012: 1 – 26.
Lushchak V.I. Free radicals, reactive oxygen species, oxidative stress and its classification. Chem. Biol. Interact. 2014; 224: 164–175.
Lushchak V.I., Bagnyukova T.V., Husak V.V., Luzhna L.I., Lushchak O.V., Storey K.B. Hypoxia and recovery perturb free radical processes and antioxidant potential in common carp (Cyprinus carpio) tissues. Int. J. Biochem. Cell Biol. 2005; 37: 1670–1680.
Lyn D. and Williams H., A chemist’s view of the nitric oxide story. Org. Biomol.Chem. 2003; 1: 441-449.
Semchuk N.M., Vasylyk Yu.V., Kubrak O.I., Lushchak V.I. Effect of sodium nitroprusside and S-nitrosoglutathione on pigment content and antioxidant system of tocopherol-deficient plants of Arabidopsis thaliana. Ukr. Biokhim. Zh. 2011; 83: 69–79.
Tanou G., Molassiotis A., Diamantidis G. Hydrogen peroxide- and nitric oxide-induced systemic antioxidant prime-like activity under NaCl-stress and stress-free conditions in citrus plants. J. Plant Physiol. 2009; 166: 1904–1913.
Tian X.R., Lei Y.B. Physiological responses of wheat seedlings to drought and UV-B radiation. Effect of exogenous sodium nitroprusside application. Russ. J. Plant Physiol. 2007; 54: 676–682.
Uchida A., Jagendorf A.T., Hibino T., Takabe T. Effects of hydrogen peroxide and nitric oxide on both salt and heat stress tolerance in rice. Plant Sci. 2002; 163: 515–523.
