ВПЛИВ НІТРОГЕННОГО ЗАБЕЗПЕЧЕННЯ НА НАКОПИЧЕННЯ БІОМАСИ ТА ЛІПОФІЛЬНИХ СПОЛУК ACUTODESMUS DIMORPHUS (TURPIN) TSARENKO
Ключові слова:
зелені водорості, ліпіди, каротиноїди, забезпечення нітрогеномАнотація
Робота присвячена вивченню впливу нітрогенного забезпечення на накопичення ліпофільних сполук Acutodesmus dimorphus (Turpin) Tsarenko. Acutodesmus dimorphus (Turpin) Tsarenko – вид зелених водоростей родин Scenedesmaceae. Це цинобіальні прісноводні водорості, що є представниками водойм помірних широт. Нітратне забезпечення – це ключовий фактор у процесі культивування водоростей. Від кількості нітрогену у живильному середовищі буде залежати спряженість клітинних процесів водоростей. Вміст нітрогену є домінуючим фактором при накопиченні ліпофільних сполук біомаси водоростей. Визначали вплив нітратного забезпечення на накопичення біомаси, кількість білків, ліпідів та каротиноїдів A. dimorphus. Для моделювання депривації за нітрогеном використовували середовище Яновського зі зменшеним вмістом NaNO3. Контрольне середовище Яновського містило 80 мг/л NaNO3 (100 % забезпечення нітрогену). У дослідних варіантах середовища зменшували кількість NaNO3 відповідно до 75%, 50 % та 25 %. Зменшення доступного нітрогену у складі живильного середовища для A. dimorphus призводить до збільшення кількості триацилгліцеролів у клітинах водоростей. Найвищий показник кількості нейтральних ліпідів відмічений при 50% та 25% забезпеченні нітрогеном культури A. dimorphus. За умови азотного голодування відмічене зменшення кількості загального білка у клітинах A. dimorphus, проте ця тенденція немає прямої залежності зі збільшенням кількості триацилгліцеролів. З метою отримання ліпофільних сполук A. dimorphus рекомендовано застосовувати середовище Яновського зі 25 % вмістом NaNO3. За цих умов отримуємо біомасу A. dimorphus з оптимальним вмістом триацилгліцеролів, каротиноїдів та білка.
Посилання
Alishah Aratboni et al. Biomass and lipid induction strategies in microalgae for biofuel production and other applications. Microb Cell Fact. 2019; 18: 178 - 195. https://doi.org/10.1186/s12934-019-1228-4
Chiu S-Y. et al. Lipid accumulation and CO2 utilization of Nannochloropsis oculata in response to CO2 aeration. Bioresour Technol. 2009; 100(2): 833–840. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2008.06.061
Choksmi K., Pancha I., Trivedi K. et al. Biofuel potential of the newly isolated microalgae Acutodesmus dimorphus under temperature induced oxidative stress conditions. Bioresource Technol. 2015; 162-171. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2014.12.102
Fan J., Andre C., Xu C. A chloroplast pathway for the de novo biosynthesis of triacylglycerol in Chlamydomonas reinhardtii. FEBS Lett. 2011; 585 (12): 1985-91. https://doi.org/10.1016/j.febslet.2011.05.018
Folch J., Lees M., Sloane Stanley G.H. A simple method for the isolation and purification of total lipids from animal tissues. Journal of Biological Chemistry. 1957: 497–509.
Ghafari M, Rashidi B., Haznedaroglu BZ. Effects of macro and micronutrients on neutral lipid accumulation in oleaginous microalgae. Biofuels. Biorefinery for fuels and platform chemicals. 2016; 9. 2: 147-156. https://doi.org/10.1080/17597269.2016.1221644
Goodson C., Roth R., Wang Z.T., Goodenough U. Structural correlates of cytoplasmic and chloroplast lipid body synthesis in Chlamydomonas reinhardtii and stimulation of lipid body production with acetate boost. Eukaryot. Cell. 2011; 10 (12): 1592–1606. https://doi.org/10.1128/EC.05242-11
Guiry M.D., Guiry G.M. AlgaeBase. World-wide electronic publication, National University of Ireland, Galway: 2020. https://www.algaebase.org
Hevorhyz RH, Shchepachyov SH. Metodyka yzmerenyia plotnosty suspenzyy nyzshykh fototrofov na dlyne volny sveta 750 nm. Sevastopol: Otdel byotekhnolohyy y fytoresursov YnBIuM NAN Ukraynu. 2008. (In Russian).
Hockin N.L., Mock T., Mulholland F. et al. The response of diatomet central carbon metabolism to nitrogen starvation is different from that of green algae and higher plants. Plant Physiol. 2012; 158 (1): 299–312. https://doi.org/10.1104/pp.111.184333
Hu Q., Sommerfeld M., Jarvis E. et al. Microalgal triacylglycerols as feedstocks for biofuel production: perspectives and advances. Plant J. 2008; 54 (4): 621– 639. https://doi.org/10.1111/j.1365-313X.2008.03492.x
Klok A.J., Martens D.E., Wijffels R.H. et al. Simultaneous growth and neutral lipid accumulation in microalgae. Bioresour Technol. 2013; 134: 233–243. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2013.02.006
Li-Beisson Y., Beisson F., Riekhof W. Metabolism of acyl-lipids in Chlamydomonas reinhardtii. Plant J. 2015; 82 (3): 504–522. https://doi.org/10.1111/tpj.12787
Lowry O.H., Rosebrough N. J., Farr A.L., Randall R. J. Protein measurement with the Folin phenol reagent Journ. Biol. Chem. 1951: 265-275.
Mimouni V., Couzinet-Mossion A., Ulmann L. et al. Chapter 5 - Lipids From Microalgae. Microalgae in Health and Disease Prevention. 2018; 109-131. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-811405-6.00005-0
Park J.J., Wang H., Gargouri, M., Deshpande R.R. et al. The response of Chlamydomonas reinhardtii to nitrogen deprivation: a systems biology analysis. Plant J. 2015; 81 (4): 611– 624. https://doi.org/10.1111/tpj.12747
Sanchez D.M., Serrano C.M., Rodriguez M.R. et al. Extraction of carotenoids and chlorophyll from microalgae with supercritical carbon dioxide and ethanos as cosolvent. Journal of Separation Science. 2008; 31 (8): 1352-1362. https://doi.org/10.1002/jssc.200700503
Sasaki Y., Nagano Y. Plant acetyl-CoA carboxylase: structure,biosynthesis, regulation, and gene manipulation for plant breeding. Biosci Biotechnol Biochem. 2004; 68 (6): https://doi.org/1175–1184. 10.1271/bbb.68.1175
Sharma K.K., Schuhmann H., Schenk P.M. High lipid induction in microalgae for biodiesel production. Energies. 2012; 5(5): 1532–53. https://doi.org/10.3390/en5051532
Solovchenko A.E., Khozin-Goldberg I., Didi-Cohen S. et al. Effects of light intensity and nitrogen starvation on growth, total fatty acids and arachidonic acid in the green microalga Parietochloris incisa. J Appl Phycol. 2007; 20 (3): 245–51. https://doi.org/10.1007/s10811-007-9233-0
Wang Z.T., Ullrich N., Joo S. et al. Algal lipid bodies: stress induction. purification. and biochemical characterization in wild-type and starchless Chlamydomonas reinhardtii. Eukaryotic Cell. 2009; 8 (12): 1856–1868. https://doi.org/10.1128/EC.00272-09
Widjaja A., Chien C-C., Ju Y-H. Study of increasing lipid production from fresh water microalgae Chlorella vulgaris. J Taiwan Inst Chem Eng. 2009; 40 (1): 13–20. https://doi.org/10.1016/j.jtice.2008.07.007
Zhu L., Li Z., Hiltunen E. Strategies for lipid production improvement in microalgae as a biodiesel feedstock. BioMed Res Int. 2016; 8. https://doi.org/10.1155/2016/8792548
Zolotareva O, Shnyukova E, Sivash O, Mihaylenko N. Prospects of use of microalgae in biotechnology. Alterpres. Kyiv. 2008, 234 p.
